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宫颈脱落细胞microRNA-508-3p、ROCK1的表达及其对宫颈癌的诊断价值研究  PDF

  • 何立群
  • 袁婧
  • 张舒云
诸暨市人民医院 病理科,浙江 诸暨 311800

中图分类号: R737.33

最近更新:2021-12-02

DOI: 10.3969/j.issn.1005-8982.2021.16.006

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摘要

目的

探究宫颈脱落细胞microRNA-508-3p(miR-508-3p)、ROCK1的表达及其对宫颈癌的诊断价值。

方法

选取2016年2月—2019年9月诸暨市人民医院收集的宫颈脱落细胞标本172例,其中正常组70例、宫颈上皮内瘤变组54例、宫颈癌组48例。通过qRT-PCR、免疫组织化学、Western blotting检测各组细胞miR-508-3p、ROCK1的表达,荧光素酶报告实验验证宫颈病变脱落细胞miR-508-3p与ROCK1的相关性,观察宫颈癌脱落细胞miR-508-3p、ROCK1表达与宫颈癌患者临床资料的关系,通过受试者工作特征(ROC)曲线评估宫颈病变脱落细胞miR-508-3p、ROCK1表达对宫颈病变的诊断价值。

结果

与正常组比较,宫颈癌组和宫颈上皮内瘤变组miR-508-3p降低(P <0.05),ROCK1 mRNA、ROCK1 mRNA阳性率、ROCK1蛋白相对表达量升高(P <0.05);与宫颈上皮内瘤变组比较,宫颈癌组miR-508-3p降低,ROCK1 mRNA、ROCK1 mRNA阳性率、ROCK1蛋白相对表达量升高(P <0.05)。宫颈癌组、宫颈上皮内瘤变组miR-508-3p与ROCK1 mRNA呈负相关(r =-0.6678和-0.5234,均P =0.000),ROCK1是miR-508-3p的直接靶基因。miR-508-3p、ROCK1水平与宫颈癌患者FIGO分期、淋巴结转移有关(P <0.05),与年龄、绝经情况、肿瘤直径及病理类型无关(P >0.05)。在诊断宫颈癌和宫颈上皮内瘤变时,miR-508-3p的ROC曲线下面积(AUC)分别为0.946(95% CI:0.899,0.993)和0.851(95% CI:0.782,0.921),敏感性为87.1%(95% CI:0.776,1.654)和84.3%(95% CI:0.746,1.589),特异性为100.0%(95% CI:1.000,2.000)和79.6%(95% CI:0.702,1.497);ROCK1的AUC分别为0.949(95% CI:0.892,1.000)和0.905(95% CI:0.852,0.958),敏感性为89.6%(95% CI:0.810,1.706)和77.8(95% CI:0.667,1.445),特异性为100.0%(95% CI:1.000,2.000)和88.6%(95% CI:0.812,1.698)。随访1年后,48例宫颈癌患者中生存42例,死亡6例。生存组miR-508-3p高于死亡组(P <0.05),ROCK1 mRNA相对表达量低于死亡组(P <0.05)。

结论

宫颈脱落细胞miR-508-3p、ROCK1在宫颈癌患者中表达异常,其中miR-508-3p下调,ROCK1上调,两者呈靶向负调控关系,并与宫颈癌患者FIGO分期及淋巴结转移密切相关,具有一定的宫颈癌诊断价值,可作为早期宫颈癌筛查的潜在生物学指标。

宫颈癌是全球女性第4大常见癌[

1]。早期发现可显著降低宫颈癌患者治疗难度,延长生存时[2]。上个世纪,以细胞学为基础的宫颈筛查在降低宫颈癌发病率和病死率方面取得了较大成[3]。目前,宫颈脱落细胞学检查是临床常用的筛查宫颈癌危险人群的方法之一,特异性较[4]

MicroRNA(miRNAs)作为重要的基因调节因子,参与多种细胞内通路的调[

5]。而通过检测宫颈脱落细胞miRNAs的表达来评估宫颈癌的相关报道较少。有研究发现,microRNA-508-3p(miR-508-3p)上调对宫颈癌细胞的形成及肺转移有抑制作用,miR-508-3p在宫颈癌中发挥抑癌基因作[6]。基础研究证实ROCK1与宫颈癌细胞的增殖及侵袭有[7]。为进一步明确miR-508-3p、ROCK1在宫颈癌中的表达及其诊断价值,本研究检测宫颈脱落细胞(正常、宫颈上皮内瘤、宫颈癌)miR-508-3p、ROCK1的表达水平,对两者的相关性、靶向关系进行探讨,并分析其与宫颈癌病理特征的关系,评估其对宫颈癌的诊断价值,现报道如下。

1 资料与方法

1.1 一般资料

选取2016年2月-2019年9月诸暨市人民医院收集的宫颈脱落细胞标本172例。其中正常组(病理检查正常)70例,年龄32~60岁;宫颈上皮内瘤变组(病理学检查为宫颈上皮内瘤[

8])54例,年龄34~57岁;宫颈癌组(病理学检查为宫颈[8])48例,年龄31~55岁。本研究经医院医学伦理委员会审批,所有受试者自愿参与实验且配合度较好。

1.2 纳入与排除标准

1.2.1 纳入标准

通过宫颈脱落细胞学检查,宫颈上皮内瘤变及宫颈癌患者符合相关诊断标[

8];宫颈癌患者实施手术治疗;临床资料完整[包括年龄、绝经情况、肿瘤直径、宫颈癌的国际妇产科联盟(International Federation of Gynecology and Obstetrics,FIGO)分期、淋巴结转移、病理类型]。

1.2.2 排除标准

术前行放化疗、宫颈手术及子宫切除等治疗;宫颈不完整;患其他恶性肿瘤;年龄< 30岁,或> 65岁;孕妇或妊娠期女性;生殖道炎症性疾[

9]

1.3 主要仪器与试剂

Trizol、PrimeScript RT试剂盒、RNA酶抑制剂由丹麦DAKO公司提供,免疫显色试剂miR-508-3p、ROCK1、U6、GAPDH引物由上海生工生物工程股份有限公司设计,离心机由上海精密仪器仪表有限公司提供,酶标仪由上海沃元科技有限公司提供,实时荧光定量聚合酶链反应(quantitative real-time polymerase chain reaction, qRT-PCR)仪由杭州艾康生物技术有限公司提供,免疫组织化学试剂盒购自瑞士罗氏公司,ROCK1、GAPDH相关抗体购自美国圣克鲁斯生物技术公司。

1.4 qRT-PCR

提取总RNA。将收集的全部宫颈脱落细胞标本保存于含细胞保存液的离心管中,离心弃上清液,加入Trizol溶液,用移液枪反复吹打后转移至灭菌管中,放置10 min,加入0.2 ml氯仿,混匀后冰上静置30 min,离心弃上清液,再转移至灭菌管中,加入等量的异丙醇,混匀后冰上静置15 min,离心弃上清液,加入75%乙醇焦碳酸二乙酯水溶液1 ml,混匀后离心弃上清液,倒置在吸水纸上吸干,加入10 μl DEPC水溶液,冰上静置30 min使RNA充分溶解,或置入-80℃冰箱冷冻保存待用。再采用Stem-loopRT法(反应体系:PrimeScript RT enzyme 0.8 μl,PrimeScript RT Buffer 2.0 μl,RNA酶抑制剂 0.2 μl,各基因RT引物0.2 μl)在PCR仪中进行逆转录,合成cDNA。反应条件:16℃、30 min,42℃、30 min,85℃、5 min,4℃持续。qRT-PCR反应条件:95℃预变性30 s,95℃变性5 s,60℃退火30 s,共计40个循环。其中miR-508-3p以U6为内参,ROCK1以GAPDH为内参。采用2-ΔΔCt法计算mRNA相对表达量,引物序列见表1

表1  qRT-PCR引物序列
基因引物序列长度/bp
miR-508-3p 正向: 5'-CTCGCTTCGGCAGCACA-3' 17
反向: 5'-TATCGTTGTACTCCAGACCAAGAC-3' 24
ROCK1 正向: 5'-AACATGCTGCTGGATAAATCTGG-3' 23
反向: 5'-TGTATCACATCGTACCATGCCT-3' 22
U6 正向: 5'-CTCGCTTCGGCAGCACA-3' 17
反向: 5'-AACGCTTCACGAATTTGCGT-3' 20
GAPDH 正向: 5'-ACCACAGTCCATGCCATCAC-3' 20
反向: 5'-TCCACCACCCTGTTGCTGTA-3' 20

1.5 免疫组织化学

将收集的宫颈脱落细胞标本制成细胞薄片,通过免疫组织化学链霉素抗生物-过氧化物酶法检测ROCK1蛋白。ROCK1蛋白免疫组织化学阳性判定标准:ROCK1蛋白在细胞质或细胞核中呈黄色或棕黄色表达。ROCK1蛋白阳性表达率(%)=ROCK1阳性细胞/全部脱落细胞×100%。

1.6 Western blotting

提取各标本中总蛋白,将提取出的蛋白100℃煮沸5 min,10%十二烷基硫酸钠聚丙烯酰胺凝胶电泳2 h,转膜,5%牛血清白蛋白室温密封1 h,加入一抗(1∶1 000稀释)ROCK1及GAPDH 4℃孵育过夜,磷酸盐缓冲液冲洗,加入相应二抗,室温孵育1 h,显色,暗室曝光,采用ImageJ 2x软件分析灰度值。

1.7 荧光素酶报告实验

通过http://www.targetscan.org网站预测miR-508-3p和ROCK1的靶向关系,以及miR-508-3p与ROCK1 3'-UTR的结合位点。合成含miR-508-3p结合位点的ROCK1 3'-UTR启动子区序列,构建ROCK1 3'-UTR野生型(wild type, WT)质粒(ROCK1-WT)。并在该质粒基础上构建ROCK1 3'-UTR突变型(mutant type, MUT)质粒(ROCK1-MUT)。参照质粒提取试剂盒说明书进行操作。将ROCK1-WT、ROCK1-MUT质粒分别与mimics NC、miR-508-3p mimics质粒混匀后共转染。转染48 h后通过荧光素酶试剂盒测定荧光素酶活性。

1.8 临床病理资料分析

查阅并统计行宫颈癌手术患者的年龄、绝经情况、肿瘤直径、FIGO分期、淋巴结转移、病理类型(鳞癌及腺癌)。参照miR-508-3p及ROCK1中位值将宫颈癌患者分为高表达组与低表达组,对上述两种基因与宫颈癌病理特征的关系进行分析。全部宫颈癌患者随访1年,统计其生存、死亡例数。

1.9 统计学方法

数据分析采用SPSS 24.0统计软件。计量资料以均数±标准差(x±s)表示,比较用t 检验或方差分析,方差分析的两两比较用SNK- q法;计数资料以构成比(%)表示,比较用χ2检验;绘制受试者工作特征(receiver operating characteristic, ROC)曲线;相关性分析用Pearson法。P <0.05为差异有统计学意义。

2 结果

2.1 各组细胞miR-508-3p及ROCK1的表达

正常组、宫颈上皮内瘤变组、宫颈癌组脱落细胞miR-508-3p、ROCK1 mRNA、ROCK1 mRNA阳性率、ROCK1蛋白相对表达量比较,经方差分析,差异有统计学意义(P <0.05)。进一步两两比较:与正常组比较,宫颈癌组和宫颈上皮内瘤变组miR-508-3p降低(P <0.05),ROCK1 mRNA、ROCK1 mRNA阳性率、ROCK1蛋白相对表达量升高(P <0.05);与宫颈上皮内瘤变组比较,宫颈癌组miR-508-3p降低(P <0.05),ROCK1 mRNA、ROCK1 mRNA阳性率、ROCK1蛋白相对表达量升高(P <0.05)。见表2和图12

表2  各组宫颈脱落细胞miR-508-3p、ROCK1比较
组别nmiR-508-3pROCK1 mRNAROCK1 mRNA阳性率/%ROCK1蛋白
宫颈癌组 48 0.67±0.19 2.80±0.61 69.78±10.14 1.15±0.17
宫颈上皮内瘤变组 54 1.05±0.24 1.95±0.50 36.77±8.50 0.47±0.08
正常组 70 1.63±0.53 1.18±0.32 1.28±0.16 0.16±0.03
F 96.550 168.102 1324.006 1355.102
P 0.000 0.000 0.000 0.000

图1  各组宫颈脱落细胞中ROCK1的表达 (免疫组织化学×200)

宫颈癌组 宫颈上皮内瘤变组 正常组

图2  各组宫颈脱落细胞ROCK1蛋白的表达

宫颈癌组、宫颈上皮内瘤变组miR-508-3p与ROCK1 mRNA均呈负相关(r =-0.6678和-0.5234,均P =0.000)。见图34

图3  宫颈癌组miR-508-3p与ROCK1 mRNA的相关性散点图

图4  宫颈上皮内瘤变组miR-508-3p与ROCK1 mRNA的相关性散点图

ROCK1是miR-508-3p的预测靶基因(见图5)。ROCK1-WT中,miR-508-3p mimics组与mimics NC组荧光素酶活性分别为(0.47±0.02)和(0.99±0.05),经t 检验,差异有统计学意义(t =16.724,P =0.000),miR-508-3p mimics组较低。ROCK1-MUT中,miR-508-3p mimics组与mimics NC组荧光素酶活性分别为(1.01±0.03)和(0.97±0.01),经t 检验,差异无统计学意义(t =2.190,P =0.093)。

图5  Targetscan网站预测miR-508-3p与ROCK1的靶向关系

2.2 miR-508-3p、ROCK1表达与宫颈癌临床病理特征的关系

不同FIGO分期、有无淋巴结转移患者的miR-508-3、ROCK1表达水平比较,经χ2检验,差异有统计学意义(P <0.05);而不同年龄、绝经情况、肿瘤直径、病理类型患者的miR-508-3p、ROCK1表达水平比较,差异无统计学意义(P >0.05)。见表3

表3  各临床病理特征宫颈癌患者miR-508-3p和ROCK1表达水平比较 [n =24, 例(%)]
临床病理特征miR-508-3pχ2PROCK1χ2P
低表达高表达低表达高表达
年龄
≥ 45岁 13(54.17) 17(70.83) 1.422 0.233 14(58.33) 16(66.67) 0.356 0.551
< 45岁 11(45.83) 7(29.17) 10(41.67) 8(33.33)
绝经情况
绝经 10(41.67) 12(50.00) 0.336 0.562 9(37.50) 13(54.17) 1.343 0.247
未绝经 14(58.33) 12(50.00) 15(62.50) 11(45.83)
肿瘤直径
≥ 4 cm 9(37.50) 6(25.00) 0.873 0.350 5(20.83) 10(41.67) 2.424 0.119
< 4 cm 15(62.50) 18(75.00) 19(79.17) 14(58.33)
FIGO分期
Ⅰ期 5(20.83) 20(83.33) 17(70.83) 8(33.33)
ⅡA期 9(37.50) 4(16.67) 20.923 0.000 6(25.00) 7(29.17) 9.717 0.008
ⅡB期 10(41.67) 0(0.00) 1(4.17) 9(37.50)
淋巴结转移
10(41.67) 1(4.17) 9.553 0.002 2(8.33) 9(37.50) 5.779 0.016
14(58.33) 23(95.83) 22(91.67) 15(62.50)
病理类型
鳞癌 19(79.17) 20(83.33) 0.137 0.712 21(87.50) 18(75.00) 1.231 0.267
腺癌 5(20.83) 4(16.67) 3(12.50) 6(25.00)

2.3 miR-508-3p、ROCK1诊断宫颈癌和宫颈上皮内瘤变的ROC曲线

miR-508-3p诊断宫颈癌的ROC曲线下面积(area under curve, AUC)为0.946,敏感性为87.1%,特异性为100.0%,约登指数为0.871。miR-508-3p诊断宫颈上皮内瘤变的AUC为0.851,敏感性为84.3%,特异性为79.6%,约登指数为0.639。见表4图6

表4  miR-508-3p、ROCK1诊断宫颈癌和宫颈上皮内瘤变的ROC曲线参数
指标AUC95% CI敏感性/%95% CI特异性/%95% CI约登指数
下限上限下限上限下限上限
miR-508-3p
宫颈癌 0.946 0.899 0.993 87.1 0.776 1.654 100.0 1.000 2.000 0.871
宫颈上皮内瘤变 0.851 0.782 0.921 84.3 0.746 1.589 79.6 0.702 1.497 0.639
ROCK1
宫颈癌 0.949 0.892 1.000 89.6 0.810 1.706 100.0 1.000 2.0010 0.896
宫颈上皮内瘤变 0.905 0.852 0.958 77.8 0.667 1.445 88.6 0.812 1.698 0.663

A 

B 

  

C 

D 

  

图6  miR-508-3p、ROCK1诊断宫颈癌和宫颈上皮内瘤变的ROC曲线

A:miR-508-3p诊断宫颈癌的ROC曲线;B:miR-508-3p诊断宫颈上皮内瘤变的ROC曲线;C:ROCK1诊断宫颈癌的ROC曲线;D:ROCK1诊断宫颈上皮内瘤变的ROC曲线。

ROCK1诊断宫颈癌的AUC为0.949,敏感性为89.6%,特异性为100.0%,约登指数为0.896。ROCK1诊断宫颈上皮内瘤变的AUC为0.905,敏感性为77.8%,特异性为88.6%,约登指数为0.663。见表4图6

2.4 生存组和死亡组脱落细胞miR-508-3p、ROCK1的表达

随访1年后,48例宫颈癌患者中生存42例,死亡6例。生存组与死亡组miR-508-3p和ROCK1 mRNA相对表达量比较,经t 检验,差异有统计学意义(P <0.05),生存组miR-508-3p高于死亡组,ROCK1 mRNA相对表达量低于死亡组。见表5

表5  生存组与死亡组脱落细胞miR-508-3p、ROCK1 mRNA相对表达量比较
组别nmiR-508-3pROCK1 mRNA
生存组 42 0.72±0.21 2.35±0.42
死亡组 6 0.32±0.08 5.95±1.08
t 4.582 15.478
P 0.000 0.000

3 讨论

约90%宫颈癌死亡患者处于低收入和中等收入国家,特别是在艾滋病流行率较高的地区,这主要是由于预防、筛查机会及治疗选择有[

10]。目前仅凭细胞形态学改变作为诊断依据难以满足大面积宫颈癌筛查的需[11]。随着基因筛查、分子生物学、蛋白组学等生物医学工程的不断发展,宫颈癌标志物的筛选及其靶向治疗的探索已成为临床研究的焦[12]

miRNAs是一类小分子非编码RNA序列,参与多种重要的生物学行为,在多种恶性肿瘤中均有miRNA异常表[

13-16]miR-508-3p是一种抑癌基因,在大肠[17]、乳腺[18]及胃[19]中呈低表达,上调miR-508-3p可对肿瘤细胞的侵袭、转移、凋亡及增殖发挥调控作用,可作为肿瘤性疾病的潜在治疗靶点。HU[6]研究报道,miR-508-3p在宫颈癌细胞和细胞系中呈异常低表达,其高表达可抑制宫颈癌细胞的增殖、侵袭和迁移,促进宫颈癌细胞凋亡。ROCK1作为Rho家族成员,可通过Rho/ROCK信号通路激活反向相关信号分子,参与癌细胞的增殖、侵袭及转移过程。在肿瘤的发生、发展中,ROCK1可结合活化的Rho蛋白,促使ROCK1催化活性中心,诱导癌细胞肌动蛋白骨架重组,从而增强癌细胞运动能[20]。现阶段关于miR-508-3p、ROCK1与宫颈癌关系的研究多集中于病变组织检测或血清检查,而miR-508-3p、ROCK1在宫颈脱落细胞中的检测尚未见研究报道。

自巴氏以形态学为基础创立的涂片宫颈脱落细胞学检查被应用于宫颈癌的筛查,宫颈癌患病率及病死率明显降[

21]。有研究发现,血[22]、唾[23]及尿[24]等样本中能检测到miRNAs。相较于血清标本,宫颈脱落细胞miRNA的表达更具有特异性。因此本研究通过检测健康人群、宫颈上皮内瘤变及宫颈癌患者宫颈脱落细胞miR-508-3p、ROCK1的表达,分析两者与宫颈癌临床病理特征及预后的关系。

本研究结果显示,miR-508-3p相对表达量在正常组、宫颈上皮内瘤变组及宫颈癌组中依次递减,说明当miR-508-3p呈低表达趋势时,宫颈病变越严重,而ROCK1表达与之相反,同时暗示两者存在一定的负调控关系。相关性分析结果显示,宫颈癌组、宫颈上皮内瘤变组miR-508-3p与ROCK1 mRNA均呈负相关,推测miR-508-3p可能通过靶向负调控ROCK1的表达,参与宫颈病变的发生、发展。荧光素酶报告实验结果表明,miR-508-3p可能通过介导ROCK1的表达来调节宫颈癌细胞的恶性生物学行为,进而对宫颈癌的发生、发展起到一定的调控作用,而关于两者与宫颈癌细胞生物学行为作用机制的研究有待进一步探讨。

本研究结果显示,miR-508-3p、ROCK1表达水平与宫颈癌患者的FIGO分期、淋巴结转移有关,而与年龄、绝经情况、肿瘤直径及病理类型无关。提示宫颈癌患者宫颈脱落细胞miR-508-3p表达水平越低,ROCK1表达水平越高时,患者病情恶化越严重。这对宫颈癌的早期诊断具有一定的辅助意义。ROC曲线结果显示,miR-508-3p和ROCK1诊断宫颈癌的AUC分别为0.946和0.949;miR-508-3p和ROCK1诊断宫颈上皮内瘤变的AUC分别为0.851和0.905,说明两者在宫颈癌的筛查中具有较好的诊断价值。随访1年后,生存组miR-508-3p高于死亡组,ROCK1 mRNA相对表达量低于死亡组,说明两者对预后有预测作用。

综上所述,宫颈脱落细胞miR-508-3p、ROCK1在宫颈癌患者中表达异常,其中miR-508-3p下调,ROCK1上调,两者呈靶向负调控关系,并与宫颈癌患者FIGO分期及淋巴结转移密切相关,具有一定的宫颈癌诊断价值,可作为早期宫颈癌筛查的潜在生物学指标。

参考文献

1

JONAH M, ACHENBACH C J, O'DWYER L C, et al. Effect of cervical cancer education and provider recommendation for screening on screening rates: a systematic review and meta-analysis[J]. PLoS One, 2017, 12(9): e0183924. [百度学术] 

2

PIMPLE S A, MISHRA G A. Global strategies for cervical cancer prevention and screening[J]. Minerva Ginecol, 2019, 71(4): 313-320. [百度学术] 

3

BHATLA N, SINGHAL S. Primary HPV screening for cervical cancer[J]. Best Pract Res Clin Obstet Gynaecol, 2020, 65(5): 98-108. [百度学术] 

4

TIAN Q F, LI Y, WANG F F, et al. MicroRNA detection in cervical exfoliated cells as a triage for human papillomavirus-positive women[J]. J Natl Cancer Inst, 2014, 10(9): 1-8. [百度学术] 

5

PARDINI B, DANIELA D M, FRANCAVILLA A, et al. MicroRNAs as markers of progression in cervical cancer: a systematic review[J]. BMC Cancer, 2018, 18(1): 696. [百度学术] 

6

HU P, ZHOU G J, ZHANG X H, et al. Long non-coding RNA Linc00483 accelerated tumorigenesis of cervical cancer by regulating miR-508-3p/RGS17 axis[J]. Life Sci, 2019, 234(2): 116789. [百度学术] 

7

秦海霞, 李少平, 朱利红, 等. miR-335调控ROCK1对宫颈癌细胞作用的研究[J]. 中国妇产科临床杂志, 2018, 19(5): 407-410. [百度学术] 

8

中华人民共和国国家卫生和计划生育委员会. 宫颈癌及癌前病变规范化诊疗指南(试行)[J]. 中国医学前沿杂志(电子版), 2013, 5(8): 37-46. [百度学术] 

9

梁登辉, 高原, 舒丽莎. 宫颈脱落细胞中cyclin、Ki67的表达对宫颈癌高危人群筛查的意义及其管理对策分析[J]. 中国性科学, 2020, 29(7): 29-32. [百度学术] 

10

CUBIE H A, CAMPBELL C. Cervical cancer screening-the challenges of complete pathways of care in low-income countries: focus on malawi[J]. Womens Health (Lond), 2020, 16(10): 1745506520914804. [百度学术] 

11

张建芝. 江苏省南通市通州区农村妇女宫颈癌筛查结果分析[J]. 系统医学, 2018, 3(15): 116-117. [百度学术] 

12

HASANZADEH M, MOVAHEDI M, REJALI M, et al. The potential prognostic and therapeutic application of tissue and circulating microRNAs in cervical cancer[J]. J Cell Physiol, 2019, 234(2): 1289-1294. [百度学术] 

13

AHADI A. The significance of microRNA deregulation in colorectal cancer development and the clinical uses as a diagnostic and prognostic biomarker and therapeutic agent[J]. Noncoding RNA Res, 2020, 5(3): 125-134. [百度学术] 

14

方红艳, 汪锋平, 张善征. 血清miR-10a、IL-35水平在脓毒症并发急性肾损伤的诊断的临床分析[J]. 浙江创伤外科, 2020, 25(4): 728-730. [百度学术] 

15

PEREIRA J D, TOSATTI J A G, SIMÕES R, et al. micrornas associated to anthracycline-induced cardiotoxicity in women with breast cancer: a systematic review and pathway analysis[J]. Biomed Pharmacother, 2020, 131: 110709. [百度学术] 

16

杨希, 朱君飞, 吴旭佳, 等. 非小细胞肺癌miR-155和FoxO1表达临床意义[J]. 中华肿瘤防治杂志, 2018, 25(10): 713-716. [百度学术] 

17

WANG Z Z, JIN J J. LncRNA SLCO4A1-AS1 promotes colorectal cancer cell proliferation by enhancing autophagy via miR-508-3p/PARD3 axis[J]. Aging (Albany NY), 2019, 11(14): 4876-4889. [百度学术] 

18

GUO S J, ZENG H X, HUANG P, et al. miR-508-3p inhibits cell invasion and epithelial-mesenchymal transition by targeting ZEB1 in triple-negative breast cancer[J]. Eur Rev Med Pharmacol Sci, 2018, 22(19): 6379-6385. [百度学术] 

19

HUANG T T, KANG W, ZHANG B, et al. miR-508-3p concordantly silences NFKB1 and RELA to inactivate canonical NF-κB signaling in gastric carcinogenesis[J]. Mol Cancer, 2016, 15(1): 9. [百度学术] 

20

HU C B, LI Q L, HU J F, et al. miR-124 Inhibits growth and invasion of gastric cancer by targeting ROCK1[J]. Asian Pacific Journal of Cancer Prevention Apjcp, 2014, 15(16): 6543-6546. [百度学术] 

21

程甜甜, 杨贤子, 骆志国. Axl及其配体Gas6在宫颈鳞癌中的表达与意义[J]. 川北医学院学报, 2016, 31(2): 228-231. [百度学术] 

22

LEUNG CARMEN O N, DENG W, YE T M, et al. MicroRNA-135a-induced formation of CD133+ subpopulation with cancer stem cell properties in cervical cancer[J]. Carcinogenesis, 2020, 41(11): 1592-1604. [百度学术] 

23

SATAPATHY S, BATRA J, JEET V, et al. MicroRNAs in HPV associated cancers: small players with big consequences[J]. Expert Rev Mol Diagn, 2017, 17(7): 711-722. [百度学术] 

24

MIN X H, ZHANG M S, HUANG F J, et al. Live cell microrna imaging using exonuclease Ⅲ-aided recycling amplification based on aggregation-induced emission luminogens[J]. ACS Appl Mater Interfaces, 2016, 8(14): 8998-9003. [百度学术]